chemical analysis: abril 2015

domingo, 12 de abril de 2015

CROMATOGRAFIA

La cromatografía es uno de los principales métodos para la separación de especies químicas estrechamente relacionadas en mezclas complejas. La cromatografía es un método físico de separación basado en la distribución de los componentes de una mezcla entre dos fases inmiscibles, una fija o estacionaria y otra móvil.

En todas las separaciones cromatográficas la muestra se disuelve en una fase móvil, que puede ser un gas un líquido o un fluido supercrítico. Esta fase móvil se hace pasar a través de una fase estacionaria inmiscible, la cual se mantienen fija en una columna o sobre una superficie sólida. Las fases se eligen de tal forma que los componentes de la muestra se distribuyen de modo distinto entre la fase móvil y la fase estacionaria. Aquellos componentes que son retenidos con más fuerza por la fase estacionaria se mueven lentamente con el flujo; por el contrario los componentes que unen débilmente a la fase estacionaria, se mueven con rapidez. Como consecuencia de la distinta movilidad, los componentes de la muestra se separan en bandas discriminadas que pueden analizarse cualitativa y/o cuantitativa mente.

En el laboratorio de técnicas instrumentales de la Universidad de Valladolid disponemos de las siguientes técnicas cromatográficas:

cromatografia de líquidos HPLC

En la cromatografía líquida, la fase móvil es un líquido que fluye a través de una columna que contiene a la fase fija. La separación cromatográfica en HPLC es el resultado de las interacciones específicas entre las moléculas de la muestra en ambas fases, móvil y estacionari

A diferencia de la cromatografía de gases, la cromatografía de líquidos de alto rendimiento (HPLC, de high-performance liquid chromatography) no está limitada por la volatilidad o la estabilidad térmica de la muestra.

La HPLC es capaz de separar macromoléculas y especies iónicas, productos naturales lábiles, materiales poliméricos y una gran variedad de otros grupos polifuncionales de alto peso molecular. Con una fase móvil líquida interactiva, otro parámetro se encuentra disponible para la selectividad, en adición a una fase estacionaria activa.

La HPLC ofrece una mayor variedad de fases estacionarias, lo que permite una mayor gama de estas interacciones selectivas y más posibilidades para la separación.

HPLC preparativa

Es la técnica escogida para aislamiento y purificación de productos de valor en las industrias químicas y farmacéuticas así como en la biotecnología y la bioquímica. La cromatografía preparativa comprende un amplio rango de aplicaciones, desde el aislamiento de 1µg de muestra para identificación espectroscópica hasta el aislamiento de un compuesto puro de una mezcla de 100 g.

Aplicaciones

Campos de Aplicación de HPLC

Fármacos: Antibióticos, sedantes esteroides, analgésicos
Bioquímica: Aminoácidos, proteínas, carbohidratos, lípido
Productos de alimentación: Edulcorantes artificiales, antioxidantes, aflatoxinas, aditivos
Productos de la industria química: Aromáticos condensados, tensoactivos, propulsores, colorantes
Contaminantes: fenoles, Pesticidas, herbicidas, PCB
Química forense: Drogas, venenos, alcohol en sangre, narcóticos
Medicina clínica: Ácidos biliares, metabolitos de drogas, extractos de orina, estrógenos.
Algunas aplicaciones importantes de la HPLC preparativa
Separación y purificación de metabolitos
Separación y purificación de los metabolitos de las drogas procedentes de muestras de orina
Purificación y separación de enantiómeros
Purificación de compuestos naturaleS
Purificación y caracterización de enzimas y proteínas

cromatografia de gases

En cromatografía de gases la muestra se volatiliza y se inyecta en la cabeza de una columna cromatográfica. La elución se produce por el flujo de una fase móvil que es un gas inerte, y a diferencia de la mayoría de los tipos de cromatografía, la fase móvil no interacciona con las moléculas del analito; su única función es la de transportar el analito a través de la columna.

Respecto a la cromatografía líquida, la cromatografía de gases tiene la ventaja de disponer de detectores mucho más universales (por ejemplo, el de ionización de llama). Además, para numerosas aplicaciones, los métodos son más simples, más rápidos y más sensibles que los correspondientes a la cromatografía líquida de alta resolución. La instrumentación requerida para cromatografía de gases también es mucho más sencilla y económica que la empleada en HPLC. Sin embargo, en cromatografía de gases, la influencia de la temperatura sobre la distribución del equilibrio es considerable, a diferencia de la cromatografía líquida. Por ello, la cromatografía de gases presenta limitaciones en tres casos:

compuestos poco volátiles, generalmente los de peso molecular superior a 300 u.m.a.
compuestos sensibles a una elevación de la temperatura incluso moderada (determinados compuestos de interés biológico)
compuestos que se encuentran en forma iónica (puesto que son e n general poco volátiles)

Por esta razón, la cromatografía de gases se emplea cuando los componentes de la mezcla problema son volátiles o semivolátiles y térmicamente estables a temperaturas de hasta 350-400ºC. En cambio, cuando los compuestos a analizar son poco volátiles y/o termolábiles, la técnica separativa adecuada suele ser la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC).

A menudo la cromatografía de gases se emplea para confirmar de la presencia o ausencia de un compuesto en una muestra determinada.

Aplicaciones

Medioambientales: Análisis de pesticidas y herbicidas, análisis de hidrocarburos, semivolátiles y volátiles, análisis del aire...

Alimentos y aromas: fragancias y aromas, aceites, bebidas, ácidos orgánicos, azúcares, FAMES, ésteres metílicos, triglicéridos, alcoholes...

Química Industrial: alcoholes, ácidos orgánicos, aminas,aldehídos y cetonas, ésteres y glicoles, hidrocarburos, disolventes, anilinas, gases inorgánicos...

Biociencia: drogas, fármacos, alcoholes y contaminantes en sangre, disolventes residuales...

Derivadas del petróleo: gas natural, gases permanentes, gas derefinería, gasolinas, gasóleos, parafinas...

Funcionamiento del servicio

Las muestras deben ir acompañadas de la hoja de solicitud de servicios generada en esta página web una vez realizado el registro en la misma. El ususario debe rellenar todos los campos de la solicitud de servicios que conozca, con el fin de obtener el mejor resultado posible.

Equipos

Cromatógrafos de gases Agilent Technologies 7890A

Detector de captura electrónica (ECD)
Detector de ionización de llama (FID)

cromatografia ionica

En las últimas décadas, la cromatografía iónica se ha convertido en uno de los métodos más importantes para el análisis de trazas de aniones y cationes. Técnica absolutamente imprescindible en el análisis de aguas y medio ambiente

Se basa en el uso de resinas de intercambio iónico. Cuando una muestra iónica atraviesa estas columnas, los iones presentes se separan debido a las diferentes retenciones que sufren al interactuar con la fase fija de las columnas analíticas. Una vez separada, la muestra pasa a través de un detector (conductimétrico, amperométrico, UV...) donde se registra la señal obtenida respecto al tiempo de retención. El resultado son unos cromatográmas donde la posición de los máximos nos indica el ión presente (carácter cualitativo) y su área nos indica que cantidad existente de dicho ión (carácter cuantitativo).

Potencial analítico de la cromatografía iónica

- Aniones inorgánicos y orgánicos: Fluoruros, cloruros, nitritos, bromuros, nitratos, fosfatos, sulfatos, bromatos, cloritos, cloratos, acético, cítrico, tartárico, láctico, sórbico, benzoico…

- Azúcares y polialcoholes: Monosacáridos, disacáridos, oligosacáridos, polisacáridos.

- Cationes: Sodio, amonio, potasio, calcio, magnesio…

Aplicaciones

Aguas de consumo

Aguas minerales

Bebidas

Productos cárnicos

Productos vegetales

Alimentación infantil

Funcionamiento del servicio

Equipo

Cromatógrafo Iónico IC Professional 850 de Metrohm con sistema de utrafiltración

Detector de conductividad. Supresión química secuencial

Detector amperométrico de pulsos (PAD)

Clasificación de los métodos de separación en cromatografía

Las distintas técnicas cromatográficas se pueden dividir según cómo esté dispuesta la fase estacionaria:

Cromatografía plana. La fase estacionaria se sitúa sobre una placa plana o sobre un papel. Las principales técnicas son:

Cromatografía en columna. La fase estacionaria se sitúa dentro de una columna. Según el fluido empleado como fase móvil se distinguen:

La cromatografía de gases incluye a numerosos compuestos orgánicos. En el caso de compuestos no volátiles se recurre a procesos denominados de "derivación", a fin de convertirlos en otros compuestos que se volatilicen en las condiciones de análisis.

Dentro de la cromatografía líquida destaca la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC, del inglés High Performance Liquid Chromatography), que es la técnica cromatográfica más empleada en la actualidad, normalmente en su modalidad de fase reversa, en la que la fase estacionaria tiene carácter no polar, y la fase móvil posee carácter polar (generalmente agua o mezclas con elevada proporción de la misma, o de otros disolvente polares, como por ejemplo metanol). El nombre de "reversa" viene dado porque tradicionalmente la fase estacionaria estaba compuesta de sílice o alúmina, de carácter polar, y por tanto la fase móvil era un disolvente orgánico poco polar. Una serie eluotrópica es un rango de sustancias de diferentes polaridades que actúan como fase móvil y que permiten observar un mejor desplazamiento sobre una fase estacionaria.

Tipos	Fase móvil	Fase estacionaria
Cromatografía en papel	Líquido	Papel de celulosa.
Cromatografía en capa fina	Líquido	Gel de sílice o alúmina.
Cromatografía de gases	Gas	Columnas capilares de sílice fundida, columnas empacadas con tierras diatomeas hechas de tubos de vidrio o metal.
Cromatografía líquida en fase reversa	Líquido (polar)	Empaques de siloxano de octilo o siloxano de octadecilo.
Cromatografía líquida en fase normal	Líquido (menos polar)	Empaques de sílice, alúmina o un soporte al que se unen químicamente grupos polares (ciano, amino, etc).
Cromatografía líquida de intercambio iónico	Líquido (polar)	Resinas de intercambio iónico.
Cromatografía líquida de exclusión	Líquido	Empaques de pequeñas partículas de sílice o polímeros con red de poros uniforme.
Cromatografía líquida de adsorción	Líquido	Partículas finamente divididas de sílice o de alúmina.
Cromatografía de fluidos supercríticos	Líquido	Columnas abiertas de sílice fundida con recubrimientos internos de varios tipos de siloxanos enlazados y de enlaces cruzados.

video sobre cromatografia

Espectrofometría
Espectros de absorción y cuantificación colorimétrica de biomoléculas

La espectrofotometría UV-visible es una técnica analítica que permite determinar la concentración de un compuesto en solución. Se basa en que las moléculas absorben las radiaciones electromagnéticas y a su vez que la cantidad de luz absorbida depende de forma lineal de la concentración. Para hacer este tipo de medidas se emplea un espectrofotómetro, en el que se puede seleccionar la longitud de onda de la luz que pasa por una solución y medir la cantidad de luz absorbida por la misma. En esta práctica se darán a conocer las características generales y conceptos relacionados con la espectrofotometría. A continuación y tras la explicación del funcionamiento del espectrofotómetro se harán espectros de absorción con el fin de determinar la longitud de onda donde la muestra presenta la máxima absorción, y tras realizar las correspondientes rectas de calibrado se cuantificarán las concentraciones de distintas biomoléculas.

Palabras clave: Absorbancia; transmitancia; colorimetría; cromóforo; espectro; rectas de calibrado.

Abreviaturas empleadas: A: Absorbancia; 4-AP: 4-Aminoantipirina; FMN: flavin mononucleótido; FMNH2: forma reducida del flavin mononucleótido; I: intensidad de luz; N-NEDA: N-Naftol-1-etilendiamino; p-NP: p-nitrofenol; POD: Peroxidasa; T: transmitancia; UV: luz ultravioleta.

El estudio a nivel bioquímico de cualquier biomolécula requiere la utilización de técnicas analíticas que permitan su determinación cualitativa y cuantitativa, así como su caracterización físico-química y biológica. Uno de los métodos más sencillos, accesibles, útiles y utilizados es la espectroscopía, en general, y la espectroscopía ultravioleta-visible, en particular. Se pueden identificar y cuantificar biomoléculas en solución y en muestras biológicas, con el empleo 1 de reactivos específicos que reaccionan con el compuesto a analizar y forman un producto coloreado que permite detectarlo en muestras complejas. El fundamento de la espectroscopía se debe a la capacidad de las moléculas para absorber radiaciones, entre ellas las radiaciones dentro del espectro UVvisible. Las longitudes de onda de las radiaciones que una molécula puede absorber y la eficiencia con la que se absorben dependen de la estructura atómica y de las condiciones del medio (pH, temperatura, fuerza iónica, constante dieléctrica), por lo que dicha técnica constituye un valioso instrumento para la determinación y caracterización de biomoléculas.

Las moléculas pueden absorber energía luminosa y almacenarla en forma de energía interna. Esto permite poner en funcionamiento ciclos vitales como la fotosíntesis en plantas y bacterias. Cuando la luz (considerada como energía) es absorbida por una molécula se origina un salto desde un estado energético basal o fundamental, E1, a un estado de mayor energía (estado excitado), E2. Y sólo se absorberá la energía que permita el salto al estado excitado. Cada molécula tiene una serie de estados excitados (o bandas) que la distingue del resto de moléculas. Como consecuencia, la absorción que a distintas longitudes de onda presenta una molécula -esto es, su espectro de absorciónconstituye una seña de identidad de la misma. Por último, la molécula en forma excitada libera la energía absorbida hasta el estado energético fundamental.

Figura 1. Diagrama de niveles de energía en una molécula. La absorción de energía luminosa hace que la molécula pase desde un estado fundamental a otro excitado.

Posteriormente la molécula relaja su energía mediante distintos mecanismos (vibración, rotación, etc.) En espectroscopía el término luz no sólo se aplica a la forma visible de radiación electromagnética, sino también a las formas UV e IR, que son invisibles. En espectofotometría de absorbancia se utilizan las regiones del ultravioleta (UV cercano, de 195-400 nm) y el visible (400-780 nm).

La región UV se define como el rango de longitudes de onda de 195 a 400 nm. Es una región de energía muy alta. Provoca daño al ojo humano así como quemadura común. Los compuestos con dobles enlaces aislados, triples enlaces, enlaces peptídicos, sistemas aromáticos, grupos carbonilos y otros heteroátomos tienen su máxima absorbancia en la región UV, por lo que ésta es muy importante para la determinación cualitativa y cuantitativa de compuestos orgánicos. Diversos factores -como pH, concentración de sal y el disolvente- que alteran la carga de las moléculas, provocan desplazamientos de los espectros UV.
La fuente de radiación ultravioleta es una lámpara de deuterio.

En la región visible apreciamos el color visible de una solución y que corresponde a las longitudes de onda de luz que transmite, no que absorbe. El color que absorbe es el complementario del color que transmite. Por tanto, para realizar mediciones de absorción es necesario utilizar la longitud de onda en la que absorbe luz la solución coloreada. La fuente de radiación visible suele ser una lámpara de tungsteno y no proporciona suficiente energía por debajo de 320 nm.

Longitud de onda color de luz color de luz que se aproximada que se absorbe refleja o ve

390 - 435 Violeta Amarillo verdoso
435 - 490 Azul Amarillo
490 - 580 Verde Rojo
580 - 595 Amarillo Azul
595 - 650 Naranja Azul verdoso
650 - 780 Rojo Verde azulado

Transmitancia y Absorbancia Cuando un rayo de luz de una determinada longitud de onda de intensidad Io incide perpendicularmente sobre una disolución de un compuesto químico que absorbe luz o cromóforo, el compuesto absorberá una parte de la radiación incidente (Ia) y dejará pasar el resto (It), de forma que se cumple: Io = Ia + It

La transmitancia (T) de una sustancia en solución es la relación entre la cantidad de luz transmitida que llega al detector una vez que ha atravesado la muestra, It, y la cantidad de luz que incidió sobre ella, Io, y se representa normalmente en tanto por ciento: % T = It/Io x 100

La transmitancia nos da una medida física de la relación de intensidad incidente y transmitida al pasar por la muestra. La relación entre %T y la concentración no es lineal, pero asume una relación logarítmica inversa.

La absorbancia (A) es un concepto más relacionado con la muestra puesto que nos indica la cantidad de luz absorbida por la misma, y se define como el logaritmo de 1/T, en consecuencia: A = log 1/T = -log T = -log It/ Io. Cuando la intensidad incidente y transmitida son iguales (Io = It), la transmitancia es del 100% e indica que la muestra no absorbe a una determinada longitud de onda, y entonces A vale log 1 = 0.
La cantidad de luz absorbida dependerá de la distancia que atraviesa la luz a través de la solución del cromóforo y de la concentración de éste.

Ley de Lambert-Beer

Esta ley expresa la relación entre absorbancia de luz monocromática (de longitud de onda fija) y concentración de un cromóforo en solución:

A = log I/Io = ε·c·l

La absorbancia de una solución es directamente proporcional a su concentración –a mayor número de moléculas mayor interacción de la luz con ellas-; también depende de la distancia que recorre la luz por la solución –a igual concentración, cuanto mayor distancia recorre la luz por la muestra más moléculas se encontrará-; y por último, depende de ε, una constante de proporcionalidad -denominada coeficiente de extinción- que es específica de cada cromóforo. Como A es adimensional, las dimensiones de ε dependen de las de c y l. La segunda magnitud (l) se expresa siempre en cm mientras que la primera (c) se hace, siempre que sea posible, en M, con lo que las dimensiones de ε resultan ser M-1·cm-1. Este coeficiente así expresado, en términos de unidades de concentración molar (o un submúltiplo apropiado), se denomina coeficiente de extinción molar (εM). Cuando, por desconocerse el peso molecular del soluto, la concentración de la disolución se expresa en otras unidades distintas de M, por ejemplo g·L-1, las dimensiones de ε resultan ser distintas, por ejemplo g-1·L·cm-1, y al coeficiente así expresado se denomina coeficiente de extinción específico (εs).

La ley de Lambert-Beer se cumple para soluciones diluidas; para valores de c altos, ε varía con la concentración, debido a fenómenos de dispersión de la luz, agregación de moléculas, cambios del medio, etc.

Instrumentación para la medición de absorbancias de la luz visible y ultravioleta: espectrofotómetro UV-visible

La medición de absorbancia de la luz por las moléculas se realiza en unos aparatos llamados espectrofotómetros. Aunque pueden variar en diseño, en especial con la incorporación de ordenadores para el análisis de datos, todos los espectrofotómetros constan, según se indica en la figura, de:

1. Una fuente de energía radiante: lámpara de deuterio y tungsteno.
2. Un monocromador para la selección de radiaciones de una determinada longitud de onda: filtros, prismas, redes de difracción.
3. Un compartimento donde se aloja un recipiente transparente (cubetas o tubos) que contenga la muestra Pueden ser de vidrio, cuarzo o plástico transparente. Para medir en UV se deben usar las de cuarzo o sílice fundido, porque el vidrio no transmite la radiación UV.
4. Un detector de luz y un amplificador convertidor de las señales luminosas en señales eléctricas.
5. Un registrador o sistema de lectura de datos.

Desde el punto de vista operativo, el primer paso es seleccionar la fuente de luz y longitud de onda a la que se va a realizar la medida. Hay espectrofotómetros de un solo haz (con una sola celdilla para alojar la cubeta con la muestra) y de doble haz (con dos celdillas para dos cubetas); en nuestro caso se trabajará con los de un solo haz.
Se mide primero la absorbancia del disolvente (conocido como blanco) y al que se le asigna el valor de cero mediante el ajuste del mando, de forma que la intensidad incidente y transmitida sean iguales (Io = It), y por tanto la absorbancia es cero. A continuación se pone en la celdilla la cubeta con la muestra y se lee la absorbancia de ésta.

COMO FUNCIONA UN ESPETOFONOMETRO

Obtención de un espectro de absorción

El espectro de absorción es una representación gráfica que indica cantidad de luz absorbida (ε) a diferentes valores de λ.

A partir de una solución diluida de un compuesto, cuya absorbancia máxima entra dentro del rango de medida del espectrofotómetro, se verá el valor de absorbancia a diferentes longitudes de onda frente a un blanco que contenga el disolvente de la solución de la muestra a caracterizar. A partir del espectro de absorción se obtendrá el valor de λ al que el compuesto presenta la mayor absorbancia (λmax). Dicho λ se utilizará a la hora de hacer determinaciones cualitativas y cuantitativas del compuesto.

El espectro de absorción de un cromóforo depende, fundamentalmente, de la estructura química de la molécula.

No obstante, hay una gran cantidad de factores que originan variaciones en los valores de λmax y εM, entre los que se incluye el pH, la polaridad del solvente o moléculas vecinas y la orientación de los cromóforos vecinos; y cada uno afecta de forma particular. Por ejemplo, variaciones originadas por cambios de pH son debidas al efecto de éste sobre la ionización del compuesto. A continuación se muestran como ejemplo los espectros de absorción de HNTS (un reactivo empleado para la determinación de especies oxidantes) y comprobándose que por espectrotometría se puede seguir el efecto que ejercen el pH y los oxidantes.

Curvas de calibrado

Para obtener una curva de calibrado de un compuesto se preparan soluciones de diferentes concentraciones del mismo, determinándose para cada una de ellas el valor de absorbancia a λmax. Estos valores de absorbancia se representan en el eje de abscisas (eje de x) y los de concentración en el eje de ordenadas (eje de y). Se observará que, a bajas concentraciones, el aumento de concentración se corresponde con un incremento lineal en la absorbancia (zona de cumplimiento de la ley de Lambert-Beer). A concentraciones altas la linealidad se pierde y se observa que la línea se aplana, por lo que las medidas son poco fiables. La representación de Lambert-Beer, A = ε·c·l, nos permitirá calcular el valor del coeficiente de extinción molar, que corresponde a la pendiente de la recta

sábado, 11 de abril de 2015

Resultado de imagen para toma de muestra

DEFINICIÓN

Procedimiento que permite acceder al torrente sanguíneo para extraer una pequeña muestra de sangre, que será utilizada en diversas pruebas.

COMPOSICIÓN DE LA SANGRE

TIPOS DE TOMA DE MUESTRA

Podemos obtener muestras de sangre venosa y de sangre arterial.

SANGRA VENOSA

La extracción de sangre venosa es una de las maniobras más frecuentes en el día a día del hospital. Y como nadar o conducir un coche, una vez aprendido no olvidamos cómo funciona. Para poder realizar la extracción, hay que vencer el miedo de hacer daño al paciente sabiendo que esta examinación es para el bien de la persona. Para las primeras veces es recomendable tener mucha tranquilidad, a un tutor que ayuda y a un paciente con “buenas venas” y mucha paciencia.

En la rutina diaria se suele extraer la sangre a través de la punción de una de las venas situadas en la fosa cubital del brazo. Estas venas tienen generalmente un tamaño aceptable y la piel en esta región es suave y no demasiado sensible.

Si por alguna razón no se puede pinchar en la fosa cubital se recomienda la punción de una de las venas del dorso de la mano o en la muñeca; pero necesitamos saber que aquí duele un poco más. Otra opción es la extracción de sangre en el pie (tobillo o dorso del pie), aunque no se hace con tanta frecuencia.

Sitios más frecuentes para la extracción de sangre

Los sitios mencionados arriba son los que más se usan y que son los menos invasivos. En casos excepcionales es posible realizar una punción de la vena subclavia o la vena femoral.

Dónde NO pinchar:

En piel lesionada, inflamada o que presenta hematomas o cicatrices.
En venas tortuosas.
En el brazo del mismo lado dónde se haya efectuado una mastectomía.
En un brazo que lleva una vía venosa periférica.
Dónde hayamos pinchado ya sin éxito, ni más periférico. Prueba el otro lado.
Cuando no estemos seguros, antes de inchar, buscar ayuda.

Sistemas de extracción

Mariposa.

Dos juegos mariposa con agujas
de diferentes tamaños.

Es un sistema muy cómodo para él que extrae la sangre así como para el paciente. El juego consta de una aguja de mariposa para la extracción de sangre unida a un tubo flexible y transparente con un conector Luer, en él que se engancha un sistema de recolección de sangre (por ejemplo tipo vacutainer).

Sistema al vacío.

Jeringa.

Se extrae la sangre mediante una aguja i.v. que está conectada a una jeringa dónde se recolecta la sangre.

Sistema al vacío.

Es muy usado porque su uso es simple y práctico El tubo de vacío se engancha en un adapter que está unido a la aguja. Por el vacío los tubos se llenan por sí sólos. El uso de sistemas al vacío no es recomendable en los bebés ni en los ancianos por la fragilidad de sus vasos sanguíneos.

Equipo y Técnica

Es normal que no le guste a nadie experimentar una extracción de sangre. Incluso, algunas personas tienen mucho miedo o tienden a desmayarse. Por eso es muy importante crear un ambiente agradable y relajado. Si es posible podemos ofrecerle al paciente acostarse o estar semi-acostado en una camilla, y distraerle mediante una conversación ligera.
Idóneamente preparamos todo el material necesario antes de recibir al paciente:

Equipo para la extracción de sangre venosa

... y no nos olvidamos de las etiquetas para identificar las muestras obtenidas.

Saludamos y colocamos al paciente.

Siempre es recomendable introducirnos y asegurarnos de la identidad de la otra persona. Además necesitamos saber si el paciente tiene alérgias (latex, pegamento de tiritas, agentes de desinfección…) y si tiende a desmayarse en estas situaciones. Para algunos exámenes de sangre es necesario que el paciente cumpla ciertos requisitos (ayuno previo, dejar de tomar un medicamento, etc.) cuya cumplimentación tenemos que averiguar. En el caso de que el paciente tome anticoagulantes tenemos que contar con un tiempo de sangrado prolongado y tomar las medidas respectivas después de la extracción.

Cuando el paciente esté cómodo echamos un vistazo a sus brazos para decidir un sitio para la punción. El brazo debe ser extendido y lo relajado posible.
Es importante verificar que en el sitio a puncionar la piel se encuentra indemne y lejos de focos de infección, ni hayan otros problemas que puedan interferir.

Palpamos la vena para averiguar sus características (tamaño, elasticidad o rigidez, determinar si de desplaza o no) y su curso.

En el caso de que no estamos seguros de poder lograr una punción exitosa en la fosa cubital nos dirigimos más hacia la perifería, buscando en el dorso de la mano y en la muñeca. En los casos difíciles se recomienda siempre empezar lo más periférico posible, o buscar ayuda.

El uso de un torniquete puede ayudarnos para decidir dónde pinchar; se coloca unos 7.5 a 10cm por encima del sitio de punción. Además podemos pedir al paciente de cerrar el puño para aumentar el volumen de sangre intravenosa.

Cuando hemos decidido el lugar de la punción soltamos el compresor y desinfectamos el sitio de la punción. (Un tiempo de compresión demasiado largo causa la acumulación de sangre y ciertas sustancias en la vena que pueden alterar el resultado de algunas de las pruebas.)

Si no lo hemos hecho antes nos ponemos guantes desechables, volvemos a colocar el torniquete y procedemos a la punción.

Tomamos la aguja con una mano y sacamos con cuidado el capuchón. Con la mano libre nos aseguramos otra vez del curso de la vena y tensamos la piel sobre el sitio de punción. De esa manera fijamos la piel y la vena y facilitamos la punción. Acercamos la aguja situándola paralela al curso de la vena a puncionar.

Con el bisel hacia arriba puncionamos la piel con un suave y rápido movimiento. La aguja se introduce con un ángulo de 10 a 20 grados. Cuando la aguja llega al lumen de la vena (después de 1cm aprox.) de repente la resistencia que sentimos disminuye. Si la punción fue adecuada, el segmento de la jeringa inmediato posterior a la aguja se llena de sangre y podemos proceder a extraer la sangre.

Pedimos al paciente de abrir el puño y llenamos todos los tubos necesarios. Los tubos llenados y quitados del sistema de extracción necesitan ser movidos unas cuántas veces (para distribuir los aditivos uniformemente) pero suavemente (para evitar que se produzca hemólisis).
Cuidado al quitar un tubo y poner el otro, a que no movamos la aguja en la vena, ni la empujemos ni tiremos en ella.

Cuando hemos llenado y quitado el último tubo, soltamos el torniquete y colocamos una gaza o algodón sobre el sitio de la punción. Retiramos con cuidado la aguja. Cuando ésta haya salido del brazo del paciente ejercemos presión en la gaza para impedir que salga la sangre. Desechamos la aguja o el juego mariposa en los contenedores designados.
El paciente puede seguir presionando durante unos minutos, o fijamos el algodón con esparadrapo.

Finalmente necesitamos asegurarnos de que las muestras obtenidas lleven la etiqueta o el nombre del paciente para garantizar la correcta identificación de cada una de ellas.

Posibles complicaciones

Por parte del paciente:

Se mueve (especialmente en niños)
Sangrado excesivo en el punto de punción (por ejemplo pacientes que toman anticoagulantes)
Desarrollo de una infección
Vena se rompe o se desplaza
Desmayo o sensación de mareo

Por parte del que punciona:

Cambio en la posición de la aguja (sale de la vena)
Atravesar la vena
El lumen de la aguja se pega a la pared de la vena (solución: girar ligeramente la aguja)
Colapso de la vena
Punciones múltiples para localizar una vena
Acceder a una arteria

El resultado de estas complicaciones es el desarrollo de un hematoma y dolor. Si nos ocurre esto, generalmente tenemos que sacar la aguja del brazo del paciente y empezar de nuevo en otro sitio (es decir, en el otro brazo). La frecuencia de estas complicaciones disminuye con el tiempo, al aumentarse nuestra práctica y experiencia.

SANGRE ARTERIAL

Obtendremos una muestra para determinar los gases sanguíneos, conocer el ph de sangre arterial y valorar el estado de oxigenación y ventilación.

PROCEDIMIENTO

Empezaremos preparando el material necesario e introduciéndole en la batea. Nos lavaremos las manos y nos colocaremos los guantes. Identificaremos al paciente y le informaremos a él y a su familia de la extracción.
Le pediremos al paciente que mantenga la postura adecuada, de ello dependerá la zona de extracción que puede ser:

Arteria radial: brazo extendido con la muñeca hiperextendida, apoyado en superfici dura.

Arteria braquial: brazo hiperextendido apoyado en superficie dura.

Arteria femoral: en decúbito supino.

Cuando hayamos elegido la zona de punción la limpiaremos con antiséptico, realizando movimientos circulares del centro a la periferia y dejaremos secar. A continuación introduciremos la aguja justo un poco más arriba de nuestra elección, con el bisel hacia arriba y formando un ángulo de 45º, cuando la sangre refluya por el cono de la aguja no introduciremos más y esperaremos que se llene sola, eso significará que la extracción se ha realizado con exito. Si se para el llenado puede significar que hemos atravesado la arteria o que hemos topado con su pared, por lo que la retiraremos un poco hasta que vuelva a avanzar la sangre. Para terminar retiraremos la aguja y presionaremos con una gasa el punto de punción al menos 10 segundos, después colocaremos una gasa limpia que sujetaremos con el esparadrapo manteniendo la presión para evitar el sangrado. Desecharemos la aguja en el contenedor, pondremos el tapón en la jeringa y la moveremos un poco para evitar que se coagule. Enviaremos la muestra al laboratorio y registraremos el procedimiento en las incidencias de enfermería así, como sus complicaciones si las hubiera.
Si al paciente le retiramos el oxígeno para la obtención de la muestra, tras realizarla, le volveremos a colocar la oxigenoterapia.

CONSIDERACIONES

La sangre arterial es roja, brillante y espumosa, diferenciándose de la venosa que es oscura y mate, ésto nos ayudará a determinar que la muestra de sangre es correcta.

La sangre debe ascender a la jeringa por la fuerza del pulso arterial, observaremos como asciende mediante pequeñas oscilacione

Antes de empezar, si el paciente está en tratamiento con oxigenoterapia, valoraremos si se le suspende 20 minutos antes de la extracción, para ello lo consultaremos con el médico.

La arteria radial será la primera elección que tomemos, pues es la más efectiva para la técnica, ya que es el sitio más seguro, con mayor circulación palpable y la más superficial. Si no logramos palpar el pulso radial, probaremos con la braquial, la arteria femoral se recomienda que la puncionen personal entrenado.